1减少循环次数或模板DNA的用量。 2提高退火温度，但不要超过68℃。 3重新设计引物或设计更长的引物。 其他值得注意的条件：
1建议使用0.2-ml薄壁管。厚壁管在92℃时不能有效地使模板变性。
2最佳反应体积为50ml，推荐用30ml矿物油覆盖（对盖子加热的PCR仪可以不加）。
3大多数反应中，0.75ml（0.5~1ml）的酶量在大多数情况下可以得到满意的结果。
4建议使用1.75mmol/L MgCl2∶350mmol/L dNTP或2.25mmol/L MgCl2∶500mmol/L dNTP组合的混合物。然而要得到最佳结果，优化Mg2+的浓度是必需的。
5基因组DNA模板的质量显著影响PCR反应。因此推荐使用琼脂糖凝胶电泳来检测DNA的长度。DNA片段长度可以超过50kb，传统的基因组DNA能扩增片段至10kb。
6要扩增更长的片段应使用超纯或高分子量的DNA。请查阅高分子量DNA提取操作过程相关文献。
7降低二级结构和引物二聚物形成的可能性。进行长片段PCR扩增时，引物长度一般为24~34个核苷酸，溶点在60~68℃间。使用这类引物可提高PCR反应的退火温度来增加反应的特异性。这点非常重要，长片段扩增的效果往往受到非特异性短片段优先扩增的影响。
8变性：第一步变性在94℃下进行2分钟。在循环过程中尽可能缩短变性时间（94℃下进行20--30秒），除非模板中富含GC，则95℃下变性30秒。这可以防止DNA脱嘌啉和链断裂，对于所需扩增的基因组DNA片段终长度超过12 kb时，应该尽可能的降低变性温度。 9延伸：68--72℃下进行延伸操作。
10循环延伸：尽量采用循环延伸的条件，若PCR仪无此功能，则必须增加延伸的时间，例如在扩增10kb片断时，延伸时间用10分钟替代原来的8分钟。 11长片断PCR系统扩增的片断其3’-末端带有一个突出的A，因此建议采用T/A克隆。若要进行平端可隆，可用Klenow酶和T4 DNA多聚酶将PCR产物补平后再进行。
12测序时因酶的混合物带有3’→5’外切酶活性，用Sanger方法进行测序不能产生均一的（染色体）带型。
13在无菌的0.5ml或0.2ml离心管中按下列操作程序加样：
14反应物 加样顺序 体积(μl) 终浓度
去离子水 1 29.4
10×Buffer B 2 5 1× 10×PCR Buffer成分： Tris-HCl pH8.5 100 mM KCl500 mM MgCl15 mM
4×dNTP混合物 3 5 各200μmol/L MgCl2 4 3 1.5mmol/L
有义引物 5 2.6 0.25μmol/L 反义引物 6 2.6 0.25μmol/L 模板 7 2 0.1μg
TaqDNA聚合酶 8 0.4 1unit
2. 用微量可调加样器和一次性Tip向每一管中加50μl矿物油。每加一管换一次Tip。
3. 振荡每只管，然后短暂离心。
4. 将管放到预热的热循环中，按下列程序开始循环： 预变性 94℃ 4分钟 1次
变性 94℃ 1分钟 退火 37-65℃ 1分钟 延伸 72℃ 1分钟 循环30次
终延伸 72℃ 7分钟 1次 保存 4℃ 讨论
1.假阴性，不出现扩增条带
PCR反应的关键环节有①模板核酸的制备，②引物的质量与特异性，③酶的质量，④PCR循环条件。寻找原因亦应针对上述环节进行分析研究。
模板：①模板中含有Taq酶抑制剂，②在提取制备模板时丢失过多，或吸入酚。③模板核酸变性不彻底。在酶和引物质量好时，不出现扩增带，有可能是模板核酸提取过程出了毛病，可使用阳性对照的DNA模板配合检查模板质量。 酶失活：需更换新酶，或新旧两种酶同时使用，以分析是否因酶的活性丧失或不够而导致假阴性。
引物：引物质量、引物的浓度、两条引物的浓度是否对称，是PCR失败或扩增条带不理想、容易弥散的常见原因。有些批号的引物合成质量有问题，两条引物一条浓度高，一条浓度低，造成低效率的不对称扩增，对策为：①选定一个好的引物合成单位。②引物的浓度不仅要看OD值，更要注重引物原液做琼脂糖凝胶电泳，一定要有引物条带出现，而且两引物带的亮度应大体一致，如一条引物有条带，一条引物无条带，此时做PCR有可能失败，应和引物合成单位协商解决。如一条引物亮度高，一条亮度低，在稀释引物时要平衡其浓度。③引物应高浓度小量分装保存，防止多次冻融或长期放冰箱冷藏，导致引物变质降解失效。④引物设计不合理，如引物长度不够，引物之间形成二聚体等。
Mg2+浓度：Mg2+离子浓度对PCR扩增效率影响很大，浓度过高可降低PCR扩增的特异性，浓度过低则影响PCR扩增产量甚至使PCR扩增失败而不出扩增条带。 反应体积的改变：通常进行PCR扩增采用的体积为20ul、30ul、50ul、或100ul，应用多大体积进行PCR扩增，是根据科研和临床检测不同目的而设定，在做小体积如20ul 后，再做大体积时，一定要模索条件，否则容易失败。 物理原因：变性对PCR扩增来说相当重要，如变性温度低，变性时间短，极
有可能出现假阴性;退火温度过低，可致非特异性扩增而降低特异性扩增效率，退火温度过高影响引物与模板的结合而降低PCR扩增效率。有时还有必要用标准的温度计，检测一下 扩增仪或水溶锅内的变性、退火和延伸温度，这也是PCR失败的原因之一。
靶序列变异：如靶序列发生突变或缺失，影响引物与模板特异性结合，或因靶序列某段缺失使引物与模板失去互补序列，其PCR扩增是不会成功的。
2.假阳性
出现的PCR扩增条带与目的靶序列条带一致，有时其条带更整齐，亮度更高。 引物设计不合适：选择的扩增序列与非目的扩增序列有同源性，因而在进行PCR扩增 时，扩增出的PCR产物为非目的性的序列。靶序列太短或引物太短，容易出现假阳性。需重新设计引物。 靶序列或扩增产物的交叉污染：这种污染有两种原因：一是整个基因组或大片段的交叉污染，导致假阳性。这种假阳性可用以下方法解决：①操作时应小心轻柔，防止将靶序列吸入加样枪内或溅出离心管外。②除酶及不能耐高温的物质外，所有试剂或器材均应高压消毒。所用离心管及样进枪头等均应一次性使用。③必要时，在加标本前，反应管和试剂用紫外线照射，以破坏存在的核酸。二是空气中的小片段核酸污染，这些小片段比靶序列短，但有一定的同源性。可互相拼接，与引物互补后，可扩增出PCR产物，而导致假阳性的产生，可用巢式PCR方法来减轻或消除。
3.出现非特异性扩增带
PCR扩增后出现的条带与预计的大小不一致，或大或小，或者同时出现特异性扩增带与非特异性扩增带。非特异性条带的出现，其原因：一是引物与靶序列不完全互补、或引物聚合形成二聚体。二是Mg2+离子浓度过高、退火温度过低，及PCR循环次数过多有关。其次是酶的质和量，往往一些来源的酶易出现非特异条带而另一来源的酶则不出现，酶量过多有时也会出现非特异性扩增。其对策有：①必要时重新设计引物。②减低酶量或调换另一来源的酶。③降低引物量，适当增加模板量，减少循环次数。④适当提高退火温度或采用二温度点法(93℃变性，65℃左右退火与延伸)。
4.出现片状拖带或涂抹带
PCR扩增有时出现涂抹带或片状带或地毯样带。其原因往往由于酶量过多或酶的质量 差，dNTP浓度过高，Mg2+浓度过高，退火温度过低，循环次数过多引起。其对策有：①减少酶量，或调换另一来源的酶。②减少dNTP的浓度。③适当降低Mg2+浓度。④增加模板量，减少循环次数。
PCR技术类似于DNA的天然复制过程，其特异性依赖于与靶序列两端互补的寡核苷酸引物。PCR由变性--退火--延伸三个基本反应步骤构成：①模板DNA的变性：模板DNA经加热至93℃左右一定时间后，使模板DNA双链或经PCR扩增形成的双链DNA解离，使之成为单链，以便它与引物结合，为下轮反应作准备；②模板DNA与引物的退火(复性)：模板DNA经加热变性成单链后，温度降至55℃左右，引物与模板DNA单链的互补序列配对结合；③引物的延伸：DNA模板--引物结合物在TaqDNA聚合酶的作用下，以dNTP为反应原料，靶序列为模板，按碱
基配对与半保留复制原理，合成一条新的与模板DNA 链互补的半保留复制链重复循环变性--退火--延伸三过程，就可获得更多的“半保留复制链”，而且这种新链又可成为下次循环的模板。每完成一个循环需2～4分钟，2～3小时就能将待扩目的基因扩增放大几百万倍。到达平台期(Plateau)所需循环次数取决于样品中模板的拷贝。
PCR的三个反应步骤反复进行，使DNA扩增量呈指数上升。反应最终的DNA 扩增量可用Y＝(1＋X)n计算。Y代表DNA片段扩增后的拷贝数，X表示平(Y)均每次的扩增效率，n代表循环次数。平均扩增效率的理论值为100%，但在实际反应中平均效率达不到理论值。反应初期，靶序列DNA片段的增加呈指数形式，随着PCR产物的逐渐积累，被扩增的DNA片段不再呈指数增加，而进入线性增长期或静止期，即出现“停滞效应”，这种效应称平台期数、PCR扩增效率及DNA聚合酶PCR的种类和活性及非特异性产物的竟争等因素。大多数情况下，平台期的到来是不可避免的。
PCR扩增产物可分为长产物片段和短产物片段两部分。短产物片段的长度严格地限定在两个引物链5’端之间，是需要扩增的特定片段。短产物片段和长产物片段是由于引物所结合的模板不一样而形成的，以一个原始模板为例，在第一个反应周期中，以两条互补的DNA为模板，引物是从3’端开始延伸，其5’端是固定的，3’端则没有固定的止点，长短不一，这就是“长产物片段”。进入第二周期后，引物除与原始模板结合外，还要同新合成的链(即“长产物片段”)结合。引物在与新链结合时，由于新链模板的5’端序列是固定的，这就等于这次延伸的片段3’端被固定了止点，保证了新片段的起点和止点都限定于引物扩增序列以内、形成长短一致的“短产物片段”。不难看出“短产物片段”是按指数倍数增加，而“长产物片段”则以算术倍数增加，几乎可以忽略不计，这使得PCR的反应产物不需要再纯化，就能保证足够纯DNA片段供分析与检测用。
基因表达谱
基因表达谱(gene expression profile)：指通过构建处于某一特定状态下的细胞或组织的非偏性cDNA文库,大规模cDNA测序,收集cDNA序列片段、定性、定量分析其mRNA群体组成,从而描绘该特定细胞或组织在特定状态下的基因表达种类和丰度信息,这样编制成的数据表就称为基因表达谱 基因表达谱的获得与表示 在基因芯片的实验中，首先选取来自不同状态的样本，如正常组织与肿瘤组织、不同发育阶段组织，或用药前后的细胞或组织等。其中一种被称为实验样本，另一种就是相应地被称为参考样本。实验样本和参考样本mRNA在逆转录过程中，分别用不同的红、绿荧光基团标记，并将它们混合，与微阵列上的探针序列进行杂交，经过适当的洗脱步骤后，用激光扫描仪对芯片进行扫描，获得对应于每种荧光的荧光强度图像，通过专用的图像分析软件，可获得微阵列上每个点的红、绿荧光强度（Cy5和Cy3），其比值（Cy5/Cy3）称为该基因在实验样本中的表达水平。
Step1：基因芯片的制备。在硅胶、玻璃片、聚丙烯或尼龙膜等载体上按特定的排列方式固定大量的探针，形成DNA芯片。芯片种类较多，制备方法也不尽相同，基本上可以分为两大类：原位合成和直接点样法。
Step2：荧光标记探针的制备。将待分析的基因探针在芯片杂交之前进行纯化、逆转录或扩增级荧光标记。最普遍的荧光标记法是用Cye3-dUTP(绿色荧光)标记对照样本，Cye5-dUTP(红色荧光)标记实验室样本。
Step3：标记探针与芯片杂交。选择杂交条件，将制备的荧光探针与芯片进行杂交，一定时间以后，洗去未结合探针，然后进行荧光信号的扫描与分析。 Step4：杂交芯片的扫描。杂交后的芯片用特定波长的激光进行激发，此时芯片上的探针会发出不同波长的荧光。用共聚焦激光扫描仪检测探针的荧光强度，可以得到Cy5和Cy3的两幅单色图像。分别对这两幅图像进行伪色彩处理，然后叠加称为一幅图像，这就是实验所得到的原始数据——杂交图像。图像中样点的荧光强度值间接给出了基因芯片中对应探针的相对丰度值。如果来自测试样本的表达丰度高，那么样点呈红色；如果来自参考细胞样本的表达丰度高，那么样点呈绿色；如果两者丰度相当，样点就呈黄色；如果二者没有进行杂交反应，则样点保持背景黑色不变。通过这种方法，取自两个不同样本的基因相对表达水平差异就可以表现出来。
Step5：将基因表达谱数据从杂交图像中提取出来，即将原始杂交图像转化为基因表达谱数据。 研究意义
肿瘤在组织形态学上被划分为多种不同的类型和亚型，而肿瘤亚型的准确诊断对肿瘤的临床治疗具有重要意义，然而肿瘤的分型在临床上一直处于难以处理的状态，许多形态学上相似的肿瘤，如白血病的许多亚型等都会有相似的临床症状，但却需要不同的治疗方法，从分子生物学的角度上看 ，肿瘤是由于某些染色体上DNA损伤致使细胞内基因异常表达，导致细胞生长失控、缺乏分化和异常增生的一类复杂基因疾病。正因为肿瘤发展机制的复杂性，100多年来的研究仍未揭开其中的奥秘。研究肿瘤基因表达谱、选取信息基因是从信息学角度出发以寻找肿瘤相关基因、发现肿瘤基因表达特征的直接手段。肿瘤基因表达谱数据显著特点是样本的位数高而样本很小、噪声冗余大而信息基因少。每个样本都记录了组织细胞中所有可测基因的表达水平，但实际上只有少数基因才真正同样本类别相关，它包含了样本分类的信息。信息基因选取问题是肿瘤基因表达谱分析的核心内容。它既是建立有效分类模型的关键，也是发现肿瘤分类与分型的基因标记物以及药物治疗潜在靶点的重要手段，目前人们对该问题已进行了一定程度的探索。然而，如何在基因表达谱的成千上万个基因中有效选出样本的分类特征，一直是肿瘤基因表达谱分析中的难点所在，这个问题仍有待深入研究。 当前的肿瘤分类技术高度依赖病理学工作者对肿瘤组织的主观判断，而基于微阵列技术，即使一些组织没有显著变化，利用基因表达谱也能够对之做出早期诊断；基于基于基因表达谱的肿瘤分型和分类研究为理解肿瘤的发生的机制，以及肿瘤的临床治疗提供了重要依据；研究人员可以根据基因表达谱的变化来区分形态学上相似的肿瘤，而肿瘤类型的精确诊断将有助于制定配套的最佳治疗方案。