实验二：大鼠实验
一、实验目的
1、掌握大鼠抓取、固定的基本方法； 2、掌握大鼠的雌雄鉴别方法； 3、掌握大鼠的标记方法；
4、掌握大鼠的基本采血技术（尾静脉采血、心脏釆血、腹主动脉采血）； 5、掌握大鼠的常用给药方法（灌胃、腹腔注射、尾静脉注射、皮下注射、皮内注射、麻醉）；
6、掌握大鼠的解剖方法，熟悉内部脏器的自然位置；
二、实验材料
1、实验动物：每组SD大鼠2只（1雌1雄）；
2、实验器械及试剂：鼠笼、大鼠固定器、大鼠固定板、1ml注射器、5ml注射器、眼科剪、弯头镊、灌胃针、10%水合氯醛、生理盐水；
三、实验内容及步骤
1. 抓取和固定
右手从鼠笼将大鼠尾巴上段抓住并提起，放在鼠笼上部。轻轻向后拉鼠尾，大鼠向前挣脱时，用左手拇指和食指抓住两耳后和劲部大部分皮肤。其余手指及掌心夹住背部和尾部，将大鼠尾巴钩绕于小指上，将尾巴固定。注意不要用力过大使大鼠窒息死亡。 2. 性别鉴定
成年雄鼠的睾丸沉降至阴囊中，故其阴囊明显，成年雌鼠可见阴道开口和乳头，幼鼠或仔鼠则主要从外生殖器与肛门的距离判定，雄性：距离长，毛发密（和其他部位一样），雌性：距离短，毛发稀疏。 3. 给药
1）灌胃: 将注射器装入药物溶液，装上灌胃针。抓取固定大鼠后，使大鼠
头部朝上，从大鼠口角一侧进针，沿咽后壁缓缓插入食道。若感到巨大阻力或动物挣扎时，应立即停止进针或将针拔出，以免损伤或穿破食道以及误入气管。一般当灌胃针插入大鼠4~5cm，常用的灌胃量大鼠为0.5~1ml；（若药物灌入肺中，大鼠死亡）。
2）腹腔注射：左手固定大鼠后，右手持针，45度沿腹白线两侧进针，刺入腹肌，穿过腹肌进入腹膜腔，当针尖穿过腹肌进入腹膜腔后有落空感。针头刺入皮肤后进针3nm左右，将注射针头朝上，减少与皮肤间的倾斜角度，继续进针。固定针头，保持针尖不动，回抽针栓，如无回血、肠液和尿液后即可注射药液。
3）尾静脉注射：鼠尾静脉有两根，左右两侧各一根。操作时先将动物固定在鼠筒内，使其尾巴露出，尾部用45～50℃的温水浸润半分钟或用酒精擦拭使血管扩张，并可使表皮角质软化，以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，使静脉充盈，用中指从下面托起尾巴，以无名指和小指夹住尾巴的末梢，右手持注射器，使针头与静脉平行（小于30℃），从尾上三分之一处进针，此处皮薄易于刺入，回抽出血液后，表示针头已进入静脉，可缓慢将药物注入小鼠尾静脉中。注射完毕后用干棉球压迫尾部向注射以止血。如需反复注射，应尽可能从末端开始，以后向尾根部方向移动注射。（切勿从后3/1处注射，此处大鼠易发生断尾现象）。
4）皮下注射：将大鼠以俯卧位固定，将腹部皮肤去毛后，左手拇指和食指捏住腹部皮肤，右手持针沿纵轴方向刺入皮下，进针时感觉有阻力，继续刺入后突然阻力消失，判断针头可活动后注射入药液。注射成功后可见一个小丘状隆起，经过段时间后注射入的药物可被吸收。
5）皮内注射：小鼠以俯卧位固定，将腹部皮肤去毛后，左手拇指和食指捏住腹部皮肤，右手持针沿皮肤平行方向刺入捏住的皮肤，注射药液。若感觉注射时有阻力，注射部位局部形成光亮泛白的皮丘即为注射成功。为避免药液流出，停留片刻后将针头拔出，用干棉球按压针孔。 4. 麻醉：
抓取固定大鼠后，通过腹腔注射的方式（按10%水合氯醛2ml/kg的用量）将适量的麻醉剂注射如大鼠体内，等待几分钟后观察大鼠反应。若大鼠行动迟缓或几乎不动为麻醉成功。若注射过量麻醉剂会造成大鼠死亡。
5. 釆血
1）尾静脉采血
先将大鼠固定在鼠筒内，使其尾巴露出，尾部用45～50℃的温水浸润半分钟或用酒精擦拭使血管扩张，并可使表皮角质软化，以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，使静脉充盈，用中指从下面托起尾巴，以无名指和小指夹住尾巴的末梢，右手持注射器，使针头与静脉平行（小于30℃），从尾上三分之一处进针，此处皮薄易于刺入，回抽出血液后继续采集血液，每次0.1ml。
2）心脏釆血：将麻醉后的小鼠以仰卧位放置，用指腹触摸观察确定小鼠心脏的位置（为搏动为剧烈处）。右手持注射器，左手在左侧固定心脏，针头紧贴剑突下以30度角向前刺入2.5cm左右，边进针边回抽针管，可见血液借心脏搏动的力量进入注射器内。此时固定针管及心脏的位置，继续采血。采血完成后拔出针头，用干棉球按压住针头的位置。（每次采血量可达2~3ml）。
3）腹主动脉采血：将大鼠麻醉固定后，用手术剪沿腹正中线剪开腹腔，将腹主动脉充分暴露后（腹主动脉与腹主静脉伴行，紧贴脊柱），右手持注射器，针尖斜面朝下，入针角度约25~30度，朝向心端方向刺入，深度以5mm左右为宜，抽吸血液，若观察到针管中血液为鲜红色即为进针成功，继续采血。一般体重200~300g大鼠可采集血液8~10ml，采样过程迅速。 6. 大鼠解剖；
将大鼠麻醉后放至在解大鼠固定板上，仰位放置，充分暴露颈部、胸部和腹部。用酒精棉球将小鼠腹部的皮肤消毒。 用手术剪沿腹中线将小鼠的腹部和胸部的皮肤剪开，然后用手术剪将腹腔和胸腔剪开，仔细观察小鼠腹腔和胸腔的各内脏器官。
内部脏器观察：
1）肺：分左右两叶，右肺分为四叶，左肺为一整叶。
2）心脏：呈圆锥状，位于近胸骨端，心尖位于第六肋间。（乳白色胸腺附于主动脉弓前部）。
3）肝：紧邻隔下，呈暗褐色，分7叶，无胆囊。 4）胃：分贲门、幽门、胃底及胃体。
5）肠：分小肠和大肠。小肠包括回肠、空肠和十二指肠。
6）脾：脾斜卧在胃的左侧，呈深红色，长条扁平状。
7）胰：在十二指肠附近，不规则状且呈粉红色，与脂肪相似但颜色不同。 8）肾：为黄豆大小，右肾比左肾位置稍高 ，肾脏前方有肾上腺（米粒大小），每肾内侧各有一根输尿管，开口于膀胱背侧。
9）卵巢和子宫：在肾脏前方见肉色带有颗粒样突起的腺体为卵巢，两侧卵巢下方各连有一条输卵管，输卵管连接于下方子宫，两侧子宫结合形成“V”字形，经阴道开口于体外。
10）睾丸：小鼠睾丸有一对，幼年时睾丸位于腹腔内，性成熟后则下降至阴囊内。
11）颌下腺：打开颈部皮肤后在口腔底部可见两对椭圆形暗红色腺体为颌下腺。
实验三：豚鼠、家兔的基本实验操作
一、实验目的
通过实际操作，掌握豚鼠和家兔的一般操作方法，包括豚鼠的抓取和固定、性别鉴定、灌胃、腹腔注射、心脏釆血、豚鼠解剖；家兔的抓取和固定、性别鉴定、耳缘静脉采血、耳缘静脉注射、耳缘静脉空气栓塞法注射、家兔解剖，了解豚鼠和家兔的各脏器解剖学位置。
二、实验材料
1、实验动物：豚鼠1只（雌性）、家兔1只（雄性）
2、实验器械及试剂：鼠笼、鼠板、家兔固定器、兔板、头皮针、5ml注射
器、眼科剪、弯头镊、导尿管、10%水合氯醛、生理盐水、手术剪、
三、实验步骤
1、豚鼠的抓取和固定
豚鼠的抓取和固定：左手拇指和食指抓住豚鼠两耳后和颈部大部分皮肤。其余手指及掌心夹住背部和尾部，豚鼠四肢不会阻碍实验操作即为抓取固定成功，注意不要用力过大使豚鼠窒息死亡。 2、豚鼠性别鉴定
将豚鼠抓取固定后使其腹面朝上，用手按压豚鼠的会阴部，观察是否有阴茎出现即可判断雌雄。雄性豚鼠可观察到阴茎，雌性豚鼠可观察到会阴部。 3、豚鼠麻醉
左手抓取固定豚鼠后使其腹面朝上，右手持针，于豚鼠腹部呈30度沿腹白线两侧进针，刺入腹肌，穿过腹肌进入腹膜腔，当针尖穿过腹肌进入腹膜腔后有落空感。针头刺入皮肤后进针3nm左右，将注射针头朝上，减少与皮肤间的倾斜角度，继续进针。固定针头，保持针尖不动，回抽针栓，如无回血、肠液和尿液后即可注射麻醉剂（按10%水合氯醛4ml/kg的用量，豚鼠体重260g，故需注射1.1ml10%水合氯醛）。将适量的麻醉剂注射入豚鼠体内，等待几分钟后观