吸头的使用增加了实验费用，但降低了实验技术人员接触传染性病原体及有害实验材料如放射性核素的可能性，并且避免了吸头多次重复使用所必需的清洁过程和腐蚀性去垢剂的使用。此外，在有些应用上，如PCR测定中，吸头必须是一次性的，以避免潜在污染发生的可能性。 加样器根据使用的要求，也在不断发展。如可整体高压灭菌加样器的出现。使用UV线稳定的塑料制作加样器对于加样器在许多方面的应用非常重要，使得在实际工作中，在超净台或生物安全柜的紫外线照射杀菌中，不必担心置放其中的加样器会因紫外线的作用而损坏其制作材料，进而影响加样功能。
加样器根据其加样的物理学原理和结构的不同，其应用特点也有所不同。活塞正移动加样器无需任何校正，即可用于具不同化学组成和特性(密度和黏度)的液体的吸取加样；相反，空气垫加样器的使用则较受局限。具有高蒸汽压的液体如氯仿使用空气垫加样器吸取加样通常不能得到跟吸取加样蒸馏水相同的准确度和精密度。由于在液体吸取过程中有部分蒸发，因而加样的体积就会有所减少。可通过预先用液体湿润吸头数次，使得蒸汽相被液体饱和，可以改善加样的准确度。除此以外，为防止由高蒸汽压引起液体从吸头中漏出，可使用在底部有瓣的吸头，此瓣只在其与管壁接触的时候打开。使用空气垫加样器加样，位于液体之上的空气体积的膨胀 依所加液体密度的不同而不同。当吸取密度高于水的液体时，吸入吸头的体积太低。例如，对于一个密度为1.1的较高浓缩的液体，误差的量将达到0.2％。而吸取较稀的水溶液的这种误差则可以忽略不计。因此，在吸取密度高的液体时，须对加样器吸取体积的设定作相应的校正，才能保证取到正确的体积。然而，在实验室实际工作中，加样器使用者很少碰到要准确吸取密度很高的液体的情况，故由于液体的密度所致加样器使用受限的情况通常难以遇到。
一般来说，为防止所吸取体积上出现误差，有一些基本的操作原则必须遵守。对吸取体积误差影响的因素主要有三个方面：①流体静压；②吸头润湿；③流体动力学。当样本体积从毫升范围降低至微升范围时，物理作用力的关系即发生变化，对于加样来说，其意味着液体表面的作用力效应与其体积或质量(例如重力)的作用力效应相比有所增加，因此，加样器生产厂家在设计和构建加样器和吸头中必须仔细考虑这种情况，而且在使用时也必须注意。
流体静压：在吸取液体时，加样器吸头只能浸入液体几毫升以确保与排出液体时相同的流体静压条件，因此，加样器必须以几乎垂直的方式加取液体，因为倾斜的方式将减少液体柱的高度，导致吸取的液体过多。如果加样器在30℃下以垂直方式吸取液体，可吸取至0.15％更多的液体。
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吸头润湿：当吸头排空时，仍会有一些残留的液体以薄膜形式保留在吸头的侧面，其量取决于液体和吸头表面的相互作用，因此，这是一个常数，但依液体材料的不同而不同。对于水溶液，这种润湿影响在构建加样器时就应考虑。对于蛋白溶液等黏度高的液体，建议在加样前吸打液体数次，以保证加样的一致性。 流体动力学：对体积吸取的第三个影响是从加样器吸头外壁液体的释放，在此过程中，吸头的几何形状起一个关键的作用。为确保加样中的稳定条件，加样器吸头应靠在管壁上，于是，液体可顺着管壁流出，而不出现液滴，液滴的形成可由于其表面张力的作用而阻止液体从吸头中释放。如果吸头安装不正确或使用不相配的吸头，相对加样误差将达到0.4％以上。
尽管空气垫加样器的使用有一定的局限性，但其优点也是很明显的，其所覆盖的体积范围大，使用易于掌握。此类加样器很轻，可很容易地应用于各种情况下的加样。
为规范加样器的使用我们制定《微量加样器（移液器）的具体操作方法》（见附件8） 2.加药的方法
细胞模型一般是加入微量诱导药物而建立的，加药的准确性是建立稳定细胞模型的关键步骤。加药方法：
（1）0.5～5μl的药物或溶液体积加入，选择2.5μl的可调微量加样器； 5～50μl体积药物或溶液，选择20μl可调微量加样器；50～100μl药物或溶液体积可选择100μl可调加样器；100μl～400μl药物体或溶液体积可选择200μl 可调微量加样器加入；400～1000μl体积药物或溶液选择1000μl的可调进样器加入。第一次吸液时将吸入吸头的药液排回原药瓶中，第二次吸液的药液才可加入培养体系中（原理见附件8）。
（2）加药物时一定有一名监督人员在场，以免加错，当两个人都认定药物体积、药物浓度、组数和加药是正确时再向实验体系中加药。 （3）加入诱导药物时，确保枪头伸入培养体系的液面内2～3mm，并贴培养瓶壁后，反复吸打5次以上，然后将加样器的活塞压至二档，使吸头里的液体完全排出。并不停平行晃动培养容器，保证诱导药物在最短时间内均匀的分散在实验体系中。 3.控制细胞污染
由于细胞模型建立实验耗时较长，培养的体系长时间暴露，因此需要注意多环节的污染。
（1）所用滴管和刻度移液管均需要缓慢通过红外灭菌器或酒精灯火（每次灼烧3秒钟）、塑料培养瓶在红外灭菌器内灼烧3秒钟（插入深度1cm），通过酒精灯火焰全瓶口灼烧一次、塑料离心管在红外灭
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菌器内灼烧3秒钟（插入深度1cm），通过酒精灯火焰全管口灼烧一次；离心管盖和培养瓶盖在红外线灭菌器内灼烧3秒（插入深度1cm，或用止血钳夹取送入红外灭菌器中央部为2秒钟），通过酒精灯火焰全盖内灼烧后扣在对应的离心管和培养瓶上。上述灼烧过程在打开和扣盖时都要重复进行。
（2）一次性无菌培养瓶和离心管，在第一次使用打开盖时，其盖和瓶口可不用灼烧处理。
（3）凡是放入净化工作台或生物安全柜使用的物品，都要用酒精纱布进行表面擦拭。
（4）离开净化工作台或生物安全柜，再进入净化工作台或生物安全柜操作时，要用酒精纱布擦拭双手和带入净化工作台或生物安全柜内的物品后再进行无菌操作。
（5）向培养瓶中加入培养基和药物溶液时，先用酒精纱布擦拭移液器和电动辅助移液器。
（6）加入培养基等溶液时，刻度移液管等移液器材尽可能不贴附于培养瓶内口。移液管一旦碰到培养瓶的外壁或外口以及其他物体时，弃掉移液管，另选一支使用。
（7）微量加样时，枪头尖部需进入培养体系的液面2～3mm深度，而移液器与枪头衔接部分不能进入培养瓶口处。
（8）培养过程中观察细胞的状态和诱导效果，需将培养瓶口拧紧后再拿到显微镜处观察，避免倾斜造成液体溢出。 4.一组多瓶的操作原则： 诱导的细胞模型成型后（到实验结点）需要收集大量的模型细胞进行后期检测和检验，为了满足所需细胞数量，由于诱导模型药物对细胞具有毒性，造成部分细胞的死亡，因此有的实验组需要培养两瓶以上相同的模型细胞。此时需要将两瓶以上的模型细胞的培养体系，诱导药物的加入等培养体系配制在一个无菌容器中完成，然后再分成若干瓶，确保每瓶的模型细胞的实验条件一致。 5.药品稀释的原则：
一般情况下细胞模型的诱导药物和模型干预药物都已经配成为储存液，用不同药物浓度干预时，需要对储存液进行相应的稀释。我们的稀释原则：药物稀释所需要的体积大小选择微量加样器原则与“加药方法中的微量加样器”一致。 （1）首先精准吸取一定量的溶剂放入EP管中，然后再精确吸取相应量的药物储存液移入该EP管中。反复吸打5次以上。然后进行混匀。 （2）需要对稀释的药物储存液进行充分混匀，混合时要用稀释储存液的微量加样器充分混匀。决不能用较小的标定刻度混合较大的溶液体积，以免混合不均匀。也不能用大于稀释后的药液体积的移液器进
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行混合，以免造成稀释药物的损失。 6.收集细胞的原则：
细胞收集是细胞模型建立和模型细胞鉴定的后期步骤，需要注意很多细节，以保证模型细胞结果的真实性。由于每次细胞模型的分组都是多组实验，第一组与最后一组在收集完细胞后的时间间隔很长，后几组细胞很可能在发生一定的变化（时间结点延长不准，细胞可能发生增殖等），因此需要将收集的细胞放在冰上，将组间时间因素的差距减少到最低。
7. CO2培养箱的观察
CO2培养箱的工作正常也是细胞模型建立是否成功的关键： （1） 每次离开无菌间时，要观察CO2培养箱的温度、CO2 表的压力是 否在设定的工作范围内、水槽中水的有无和水位的高度，要及时补充水位的高度符合要求，见《HERAcell 150i CO2培养箱操作规程》 （2）观察CO2培养箱的四壁是否长有霉菌和细菌生长，如有生长要对培养箱进行彻底清理和高温消毒。
（3）定期进行CO2培养箱的清洁消毒和保养。详细操作见《HERAcell 150i CO2培养箱操作规程》、《二氧化碳供气系统安全使用操作规程》和《HERAcell 150i CO2培养箱清洁规程》
日期 CO2培养箱观察记录 温度CO2减压器高压CO2减压器低（37℃） 表压力 压表压力 记录人 注：请仔细填写表格内容，时间写全（年 月 日 小时 分钟）。CO2表压力填写正常和不正常。
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二、细胞模型的评价标准
细胞模型评价的标准，是细胞模型建立成败的客观参数。其标准如下： （一）细胞形态的观察 诱导的细胞模型细胞，一般是与没有诱导的细胞株细胞有很大形态差异。
（1）与对照组比细胞数量减少、明显减少、增多或细胞数量没有增减；
（2）细胞生物学行为发生改变，原来悬浮的细胞可能变得贴壁或半贴壁。
（3）细胞死亡或凋亡增加，有大量的细胞碎片。 （4）细胞由原来的圆形变为多角形或梭形。
（5）细胞质内有更多的颗粒，有多个细胞核，胞浆丰富，细胞体积明显变大。
流式检测对细胞模型的评价
NO\\SP作用Dami细胞模型的流式细胞仪结果评价 1．理想结果 0h
散点图上信号分布较均匀一致（集中），SSC和FSC左交界处细胞信号分布稀疏（表示死细胞或碎片），说明细胞状态良好，细胞分布均匀。设门圈定分析其DNA倍性显示二倍体和四倍体峰分离清晰，变异系数小（峰窄）。 2.不理想结果 0h
SSC和FCS-H左侧下对交点处信号分布密集，表明死细胞和细胞碎片较多。说明细胞状态较差，设门圈定分析其DNA倍性显示二倍体和四倍体细胞峰分离不清晰，变异系数较大。 3.理想结果48h NO
诱导出四倍体和八倍体细胞，峰高变异系数小，在非设门圈定图显示，NO药物作用较强，向下箭头显示较多的死细胞，表明药物毒性较大。 4.不理想结果 48h NO
散点图上信号分布较不均匀（集中），SSC和FSC左交界处细胞信号分布密集（表示死细胞或碎片），说明细胞状态不理想，细胞分布不均匀。设门圈定分析其DNA倍性显示四倍体和八倍体峰分离不清晰，变异系数大（峰宽矮）。说明四倍体和八倍体没有诱导出来，门外有大量死细胞，细胞状态不能耐受NO诱导或不起反应。 5.理想结果48h SP
同理想结果48h NO结果。不理想结果同 48h NO。 第五部分 附件
附件1. 0.5 M EDTA（pH8.0，50ml）配制
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